專利名稱：測定藥物最低抑菌濃度的方法
技術(shù)領(lǐng)域：
本發(fā)明涉及一種測定抑菌濃度的方法，具體地說是一種基于熒光染料對藥物最低抑菌濃度進(jìn)行測定的方法。
背景技術(shù)：
常用的抗菌藥物最低抑菌濃度(MIC)的測定方法包括肉湯稀釋法、瓊脂稀釋法和E-test。以上幾種方法均是根據(jù)NCCLS抗菌藥物敏感性試驗操作標(biāo)準(zhǔn)，選擇包含耐藥、 中介和敏感分界點值的藥物濃度范圍(特殊情況例外)，利用細(xì)菌在含不同濃度藥物的介質(zhì)(肉湯或瓊脂)中長時間培養(yǎng)后生長狀態(tài)的不同，來判斷抑制細(xì)菌生長的最低藥物濃度。 一般培養(yǎng)時間均為20 Mh，獲取結(jié)果的時間相對較長，對于急診患者或危險期患者來說這個等待時間過長，容易延誤病情。并且對于一些懸浮性較差的細(xì)菌，目測判讀結(jié)果存在不可避免的人為因素造成的差異。腸球菌是人和動物腸道正常菌群的一部分，但在病理情況下可以引起嚴(yán)重的感染。腸球菌雖然種類繁多，但只有少數(shù)能夠引起人類感染。隨著耐藥菌株的不斷增長，腸球菌逐漸成為重要的醫(yī)院致病菌。及時、有效、合理的抗生素應(yīng)用是治療腸球菌感染的關(guān)鍵。 本研究選用腸球菌標(biāo)準(zhǔn)株和臨床分離株作為研究對象，考察臨床常用的三種抗生素對其抑制作用。最低抑菌濃度是臨床實驗室確定細(xì)菌耐藥和檢測新藥抗菌活性的重要指標(biāo)。它不僅用來確定病人的用藥劑量，也決定了用藥方式，這對于減少耐藥菌株的產(chǎn)生具有重要作用。通常，參照CLSI，BSAC或EUCAST等標(biāo)準(zhǔn)，MIC可以利用瓊脂稀釋法或肉湯稀釋法進(jìn)行測定。但是它們的統(tǒng)一弊病是測量時間較長，尤其是對于危重情況需要迅速給出相關(guān)藥物信息時，傳統(tǒng)方法略顯不足。本研究采用兩種優(yōu)質(zhì)的熒光染料，利用熒光法測定三種抗生素對腸球菌的最低抑菌濃度，成功將檢測時間縮短至4h?，F(xiàn)有肉湯稀釋法利用肉眼目測判讀培養(yǎng)20h后結(jié)果，以肉眼無混濁生長孔所對應(yīng)的濃度作為藥物最低抑菌濃度。而本發(fā)明中考察的腸球菌屬細(xì)菌具有長時間培養(yǎng)易沉降的特性，目測法判讀時，對于無混濁生長但孔板底部有菌體沉淀的臨界孔的判讀是造成實驗室間結(jié)果差異的主要來源。

發(fā)明內(nèi)容
本發(fā)明的目的是提供一種快速、簡便、對細(xì)菌毒害小、并可客觀、定量、準(zhǔn)確確定 MIC的檢測方法。本發(fā)明的另一目的在于提出一種基于上述方法的腸球菌最低抑菌濃度的測定方法。為了實現(xiàn)上述目的，本發(fā)明采用如下具體技術(shù)方案一種測定藥物最低抑菌濃度的方法，所述方法步驟如下(1)制備終濃度最佳為5X 106CFU/ml的菌懸液；實驗過程中做過一系列濃度梯度，2. 5X106CFU/ml 5X106CFU/ml范圍均可，選定該濃度是從熒光強度讀數(shù)比較合理角度選擇的。
(2)分別制備不同濃度梯度的藥物工作液，濃度范圍包括10對、512、256、1觀、64、 32、16、8、4、2、1、0. 5、0. 25,0. 125yg/ml中的；本發(fā)明提供的藥物工作液濃度是最全面的濃度，對于參照CLSI等相關(guān)標(biāo)準(zhǔn)已知大致MIC濃度范圍的菌株，可以參照標(biāo)準(zhǔn)范圍再分別向高濃度和低濃度方向各延展3個濃度梯度即可包括熒光強度比的折點，研究中選用多組梯度使得趨勢更明顯，更完整，圖形更美觀。另外，對于臨床分離株中的耐藥株，為了仍能給出明確的MIC濃度，我們選用的最高濃度很高，1024 μ g/ml為可選濃度；(3)將菌懸液分別加入到上述濃度梯度的藥物工作液中，混勻，35°C，孵育4 他； 所述菌懸液與藥物工作液體積比為1 1。其實菌懸液和工作液體積選為1 1計算比較方便，也可以為其他比例，在考慮到微孔的實際容積情況下，只要保證終濃度且不影響細(xì)菌的正常生長即可，不用嚴(yán)格要求比例范圍。(4)向菌懸液與藥物工作液混合液中加入染料SYTOX Green和DAPI的混合液，使兩種染料終濃度分別為1.5μΜ和300nM。(實驗中兩種熒光染料選用了不同的濃度組合， 經(jīng)檢測雖然都可以得出相同的結(jié)果趨勢，但此處所選終濃度為所認(rèn)為的最佳工作濃度，可以使得所讀取的兩種染料的熒光強度值不至于相差過大，且可與熒光染料自身的本底影響很好區(qū)分。)室溫避光作用15min ；(5)熒光酶標(biāo)儀下，分別讀取各孔SYTOX Green和DAPI兩種染料的熒光強度值；(6)繪制熒光強度比與各藥物濃度之間對應(yīng)曲線圖。所述步驟(1)中，菌懸液最佳終濃度為5X 106CFU/ml。所述兩種染料的最佳激發(fā)波長和發(fā)射波長分別為DAPI 358/46Inm ；SYTOXGreen 504/535nmo所述步驟(6)繪制的熒光強度比與各藥物濃度之間對應(yīng)曲線圖，在曲線圖中最高點后的第一個拐點所對應(yīng)的藥物工作液濃度即為該藥物對該菌的最低抑菌濃度。所述藥物為氨芐西林、左氧氟沙星和萬古霉素。所述菌為糞腸球菌ATCC 292120本發(fā)明的有益效果本發(fā)明所述MIC快速檢測方法與現(xiàn)有技術(shù)肉湯稀釋法進(jìn)行比較，孵育時間由現(xiàn)有技術(shù)的20h 24h縮短為4h 他。發(fā)明人提出了經(jīng)過繪制熒光強度比與各藥物濃度之間對應(yīng)曲線圖，最高點后的第一個拐點所對應(yīng)的藥物工作液濃度即為該藥物對該菌的最低抑菌濃度，本發(fā)明方法繪圖后可以直接得出MIC值，且經(jīng)過實驗驗證該拐點值為準(zhǔn)確的MIC值。 本發(fā)明快速準(zhǔn)確簡便成本低廉，具有很好的應(yīng)用前景和市場前景。本發(fā)明的可實施性和突出實質(zhì)性特點以及積極效果可通過以下實例得以體現(xiàn)，但不限制其范圍。


圖1熒光法檢測3種抗生素對ATCC 29212的MIC，孵育時間分別為4h和20h (萬
古霉素Mh)。圖2為ATCC 29212與一定濃度藥物作用結(jié)束后加入兩種熒光染料，同一視野不同熒光通道下的圖片。A，DAPI通道下僅顯示藍(lán)色熒光；B，SYTOX Green通道下僅顯示綠色熒光；C，為A和B的融合圖片。
圖3為熒光法檢測死細(xì)菌百分?jǐn)?shù)與熒光強度比(死細(xì)菌/活細(xì)菌)的對應(yīng)關(guān)系 (校準(zhǔn)曲線)。圖4為所示為相對于肉湯稀釋法，熒光法檢測3種抗生素對90株臨床分離腸球菌的MIC的準(zhǔn)確性。曲線下面積分別為0. 85 (左氧氟沙星)，0. 765 (氨芐西林)和0. 832 (萬
古霉素)O
具體實施例方式具體實施方式
中原料來源DAPI 染料Ivitrogen，Molecular Probes, D21490。SYTOX Green 染料Ivitrogen，Molecular Probes, S7020。萬古霉素、左氧氟沙星、氨芐西林標(biāo)準(zhǔn)品均購自中國食品藥品檢定研究院糞腸球菌(ATCC 29212)購自ATCC，即美國標(biāo)準(zhǔn)生物品收藏中心。TECAN · infinite 200 熒光酶標(biāo)儀實施例1所述快速熒光法檢測氨芐西林、左氧氟沙星、萬古霉素對糞腸球菌ATCC 29212 的 MIC 值(1)抗生素制備參照CLSI (2010版)提供的各抗生素針對腸球菌的MIC參考值， 設(shè)定藥物濃度梯度為 1024、512、256、128、64、32、16、8、4、2、1、0. 5,0. 25,0. 125μ g/ml。將倍比稀釋后不同濃度的抗菌藥物分別加入到無菌96孔聚苯乙烯板中，每孔100μ 1，每個梯度做3個復(fù)孔。同時設(shè)置陰性對照孔(70%乙醇處理組)和不加藥孔作為生長對照(陽性對照)。(2)菌懸液制備將0. 5麥?zhǔn)媳葷針?biāo)準(zhǔn)的菌懸液，經(jīng)MH肉湯(Muel Ier-Hinton Broth, 0X0ID)稀釋10倍后，分別加入到含有不同濃度藥物的各孔中，100 μ 1/孔，終濃度為 5X 106CFU/ml。密封后置35°C普通空氣孵箱，孵育4h (萬古霉素對于腸球菌的作用可適當(dāng)延長至他后讀取)。(3)孵育結(jié)束后向各孔加入100 μ 1 SYTOX Green染料和DAPI染料的混合液，兩種染料的終濃度分別為1. 5 μ M和300ηΜ，室溫避光反應(yīng)15min。(4)將反應(yīng)后的微孔板置于TECAN · infinite 200熒光酶標(biāo)儀中，分別讀取兩種染料在相應(yīng)激發(fā)光和發(fā)射光作用下的熒光強度值，分別記作FDAPI和FSYTOX Green0所述兩種染料的激發(fā)波長和發(fā)射波長分別為DAPI 358/46Inm ；SYTOXGreen 504/535nmo(5)數(shù)據(jù)分析，扣除相應(yīng)本底熒光后，繪制細(xì)菌熒光強度比(Pdead/live)與藥物濃度(CDrug)的對應(yīng)曲線，Pdead/live不再波動時所對應(yīng)的最小藥物濃度(CDrug)即為該抗生素對該細(xì)菌的 MIC。[注Pdead/live = FSYTOX Green/FDAPI]結(jié)果如圖1所示，不同濃度藥物與熒光強度比的對應(yīng)關(guān)系。A，B，C圖分別為4h和 20h/24h時，不同濃度的左氧氟沙星、氨芐西林、萬古霉素對應(yīng)的熒光強度比(Pdead/live =FSYTOX Green/FDAPI)。圖中箭頭所示為熒光法(4h和20h/Mh)所測MIC值。箭頭所示為不同作用時間下某藥物的最低抑菌濃度(圖C兩種情況測定的MIC相差1個濃度梯度， 說明萬古霉素對腸球菌的作用需適當(dāng)延長至他)可見左氧氟沙星對ATCC 29212的MIC值為1 μ g/ml，氨芐西林對ATCC 29212的MIC值為2 μ g/ml，萬古霉素對ATCC 29212的MIC值為2 μ g/ml，實驗驗證見實施例3。CLSI 文件2010版中明確有該三種抗生素對ATCC29212標(biāo)準(zhǔn)株的MIC范圍，由于所選標(biāo)準(zhǔn)株為敏感株，CLSI中標(biāo)定的左氧氟沙星，氨芐西林和/或萬古霉素對其MIC的范圍分別為< 2 μ g/ ml，彡8 μ g/ml,彡4 μ g/ml。本發(fā)明采用熒光法所得的三種藥物對標(biāo)準(zhǔn)株的MIC值均在可控范圍內(nèi)。實施例2(1)抗生素制備參照CLSI (2010版)提供的各抗生素針對腸球菌的MIC參考值， 設(shè)定藥物濃度梯度為 512、256、U8、64、32、16、8、4、2、1、0. 5、0· 25,0. 125 μ g/ml。將倍比稀釋后不同濃度的抗菌藥物分別加入到無菌96孔聚苯乙烯板中，每孔100 μ 1，每個梯度做3 個復(fù)孔。同時設(shè)置陰性對照孔(70%乙醇處理組)和不加藥孔作為生長對照(陽性對照)。( 菌懸液制備將0. 5麥?zhǔn)媳葷針?biāo)準(zhǔn)的菌懸液，經(jīng)MH肉湯(Mue 11 er-Hinton Broth, 0X0ID)稀釋10倍后，分別加入到含有不同濃度藥物的各孔中，100 μ 1/孔，終濃度為 2. 5Χ 106CFU/ml。密封后置34. 5°C普通空氣孵箱，孵育4h(萬古霉素對于腸球菌的作用可適當(dāng)延長至他后讀取)。(3)孵育結(jié)束后向各孔加入50 μ 1 SYTOX Green染料和DAPI染料的混合液，兩種染料的終濃度分別為1. 5 μ M和300ηΜ，室溫避光反應(yīng)15min。(4)將反應(yīng)后的微孔板置于TECAN · infinite 200熒光酶標(biāo)儀中，分別讀取兩種染料在相應(yīng)激發(fā)光和發(fā)射光作用下的熒光強度值，分別記作FDAPI和FSYTOX Green0所述兩種染料的激發(fā)波長和發(fā)射波長分別為DAPI 358/46Inm ；SYTOXGreen 504/535nmo(5)數(shù)據(jù)分析，扣除相應(yīng)本底熒光后，繪制死細(xì)菌熒光強度比(Pdead/live)與藥物濃度(CDrug)的對應(yīng)曲線，Pdead/live不再波動時所對應(yīng)的最小藥物濃度(CDrug)即為該抗生素對該細(xì)菌的 MIC。[注Pdead/live = FSYTOX Green/FDAPI]結(jié)果與實施例1相同，左氧氟沙星對ATCC 29212的MIC值為1 μ g/ml，氨芐西林對 ATCC 29212的MIC值為2 μ g/ml，萬古霉素對ATCC四212的MIC值為2 μ g/ml。實施例3將本發(fā)明方法應(yīng)用于90株臨床分離的腸球菌，并與平行進(jìn)行的微量稀釋法所得MIC結(jié)果進(jìn)行比較，驗證快速熒光法檢測MIC的可行性。一、材料與方法1.菌株與抗生素1. 1菌株糞腸球菌標(biāo)準(zhǔn)株ATCC 29212 ；90株臨床分離腸球菌，經(jīng)鑒定90株均為腸球菌，其中75株為糞腸球菌和15株為屎腸球菌。1. 1抗生素左氧氟沙星、氨芐西林、萬古霉素標(biāo)準(zhǔn)品均購自中國食品藥品檢定研究院。用無菌去離子水將3種藥物標(biāo)準(zhǔn)品制成儲液，分裝，-70°C凍存。2.方法2. IMIC 的確定本研究平行采用微量肉湯稀釋法(MIC/R)和熒光法(MIC/F)測定3種抗生素對腸球菌(標(biāo)準(zhǔn)株和90株臨床分離株)的最低抑菌濃度。2. 1. 1微量肉湯稀釋法測定MIC(參考方法，MIC/R)肉湯稀釋法通常被視作體外檢測某抗生素對微生物敏感性的基本實驗室方法。一般認(rèn)為與瓊脂擴散法相比，肉湯體系更接近體內(nèi)環(huán)境，并能直觀地得出MIC而無需轉(zhuǎn)換或回歸計算。并且，該法可進(jìn)一步用于最小殺菌濃度的測定。本研究選用微量肉湯稀釋法作為標(biāo)準(zhǔn)的參考方法，參照CLSI標(biāo)準(zhǔn)并稍加修改進(jìn)行。即將倍比稀釋后的抗生素依次加入 96孔板，100 μ 1/孔。隨后每孔分別加入100 μ 1新鮮培養(yǎng)的腸球菌懸液，終濃度為5 X IO6/ 孔。加樣完成后，用錫箔紙將孔板密封，置35°C培養(yǎng)箱孵育20h(萬古霉素與腸球菌作用時孵育時間延長至Mh)。終點判讀選取黑色背景裸眼觀察各孔細(xì)菌生長情況和透光度。將濁度消失的第一個孔對應(yīng)的抗生素濃度作為相應(yīng)的MIC。2. 1. 2本發(fā)明方法快速熒光法測定MIC(MIC/F)見實施例1。二、結(jié)果1.兩種熒光染料具有完美的區(qū)分度1. 1熒光顯微鏡下觀察兩種熒光染料的區(qū)分度本發(fā)明選用兩種核酸染料，二者穿透細(xì)胞膜的能力不同。SYTOX Green僅能穿透受損的細(xì)胞膜，而DAPI可以穿透所有細(xì)胞的細(xì)胞膜。當(dāng)兩種染料同時作用于細(xì)胞膜受損的細(xì)胞時，僅顯示SYTOX Green的顏色。如圖2所示，兩種熒光染料可以將死細(xì)菌和活細(xì)菌很好地區(qū)分。ATCC 29212與一定濃度藥物作用后加入兩種熒光染料，同一視野不同熒光通道下的圖片。A，DAPI通道下僅顯示藍(lán)色熒光；B，SYTOX Green通道下僅顯示綠色熒光；C，為A 和B的融合圖片。1. 2校準(zhǔn)曲線進(jìn)一步證明兩種熒光染料適用于基于微孔板的MIC測定。為證明微孔板中兩種熒光染料的熒光強度變化可以準(zhǔn)確反映死細(xì)菌與活細(xì)菌的比例變化，我們將新鮮培養(yǎng)的細(xì)菌(活細(xì)菌)與經(jīng)丙醇處理后的細(xì)菌(死細(xì)菌)以不同比例混合，制成不同比例的混懸液，具體如表1。分別測定不同比例各孔兩種染料的熒光強度值，繪制熒光強度比(死細(xì)菌/活細(xì)菌)與死細(xì)菌所占比例的對應(yīng)關(guān)系圖(圖3)。表1.死細(xì)菌與活細(xì)菌的不同配比關(guān)系
體積比(活細(xì)菌/死細(xì)菌)活細(xì)菌體積(ml)死細(xì)菌體積(ml )0:10003. 010:900.32. 750:501.51. 590:102.70. 3100:03.00圖3以ATCC29212為例，熒光法檢測死細(xì)菌百分?jǐn)?shù)與熒光強度比(死細(xì)菌/活細(xì)菌)的對應(yīng)關(guān)系。由圖可見，隨著死細(xì)菌含量的增高，其相應(yīng)的熒光強度比也逐漸變大，二者呈正相關(guān)。圖中各數(shù)據(jù)點為3次獨立試驗的平均值。2.熒光法檢測三種抗生素對ATCC 29212的MIC2. 1實驗體系的建立經(jīng)過一系列的預(yù)實驗，我們優(yōu)化了整個實驗體系，后續(xù)實驗均按下述方案進(jìn)行每個微孔的最適接種濃度為5X106CFU/ml。大量的前期試驗表明，將藥物與細(xì)菌共孵育的時
7間從4h延長至Mh，所得藥物濃度與熒光強度比的對應(yīng)曲線趨勢完全一致(圖1)。因此， 后續(xù)試驗中，熒光法的孵育時間均為4h。同時，平行進(jìn)行微量肉湯稀釋法作為參考對照。圖1熒光法檢測3種抗生素對ATCC 29212的MIC，孵育時間分別為4h和20h (萬古霉素Mh)。由圖可見，兩種孵育時間條件下，藥物濃度與對應(yīng)熒光強度比的變化曲線趨勢完全一致。曲線中最高點后的第一個拐點所對應(yīng)的抗生素濃度即為該藥物對該菌的MIC，結(jié)果與參考方法相同。2. 2上述熒光強度比與抗生素濃度對應(yīng)關(guān)系圖的解釋如圖1，當(dāng)抗生素濃度不足以抑制細(xì)菌生長時，隨著藥物濃度的增加，熒光強度比呈上升趨勢，直至最高點。而一旦藥物濃度足夠大，則體系中的細(xì)菌生長可被有效抑制，并且藥物濃度的再增加對其熒光強度比影響不大，表現(xiàn)為熒光強度比基本不變。這一現(xiàn)象與參考方法培養(yǎng)20h(萬古霉素組需Mh)后有效抑菌后各孔均無混濁現(xiàn)象，肉眼觀察無差別類似。本發(fā)明中，藥物濃度與熒光強度比的對應(yīng)關(guān)系圖表現(xiàn)為一條上升的曲線，到達(dá)相應(yīng)的最高點后陡然下降，之后為一段較平滑的曲線。平滑曲線上的第一個節(jié)點對應(yīng)藥物濃度即為MIC。需要指出的是熒光法檢測萬古霉素對腸球菌的MIC時，結(jié)果與24h后的測定結(jié)果偏差一個梯度，這可能與萬古霉素作用需要適當(dāng)延長孵育時間有關(guān)，比如《1。3.快速熒光法測定90株臨床分離腸球菌的MIC。為了驗證本發(fā)明快速熒光法檢測抗生素對腸球菌MIC的有效性，隨機選取90株臨床分離的腸球菌(75株糞腸球菌和15株屎腸球菌)，采用熒光法(MIC/F)和微量肉湯稀釋法(MIC/R)同時進(jìn)行檢測，結(jié)果見表2。兩種方法檢測左氧氟沙星、氨芐西林、萬古霉素對 90株臨床分離腸球菌的MIC結(jié)果具有較高的相關(guān)性，相關(guān)系數(shù)為0. 834 0. 953。并且通過與參考方法相比，熒光法與參考方法判讀結(jié)果梯度差異的影響，梯度差異均不造成結(jié)果判讀性質(zhì)的差異。表2.熒光法、參考法檢測三種抗生素對90株臨床分離腸球菌MIC結(jié)果的比較
權(quán)利要求
1.一種測定藥物最低抑菌濃度的方法，其特征在于，所述方法步驟如下(1)制備終濃度為2.5X106CFU/ml 5X 106CFU/ml的菌懸液；(2)分別制備不同濃度梯度的藥物工作液，濃度范圍包括512、256、1觀、64、32、16、8、 4、2、1、0· 5,0. 25,0. 125μ g/ml 中的；(3)將菌懸液分別加入到上述濃度梯度的藥物工作液中，混勻，35°C士0.5°C，孵育4 6h ；(4)向菌懸液與藥物工作液混合液中加入染料SYTOXGreen和DAPI的混合液，終濃度分別為1. 5 μ M和300ηΜ,室溫避光作用15min ；(5)熒光酶標(biāo)儀下，分別讀取各孔SYTOXGreen和DAPI兩種染料的熒光強度值；(6)繪制熒光強度比與各藥物濃度之間對應(yīng)曲線圖。
2.根據(jù)權(quán)利要求1所述的方法，其特征在于，所述步驟(1)中，菌懸液終濃度為 5X106CFU/ml。
3.根據(jù)權(quán)利要求1或2所述的方法，其特征在于，所述兩種染料的激發(fā)波長和發(fā)射波長分別為DAPI 358/461nm ；SYTOX Green 504/5;35nm。
4.根據(jù)權(quán)利要求3所述的方法，其特征在于，所述步驟(6)繪制的熒光強度比與各藥物濃度之間對應(yīng)曲線圖，在曲線圖中最高點后的第一個拐點所對應(yīng)的藥物工作液濃度即為該藥物對該菌的最低抑菌濃度。
5.根據(jù)權(quán)利要求4所述的方法，其特征在于，所述步驟(6)中熒光強度比為SYTOX Green熒光強度值與DAPI熒光強度值比。
6.根據(jù)權(quán)利要求5所述的方法，其特征在于，所述藥物為氨芐西林、左氧氟沙星和/或萬古霉素。
7.根據(jù)權(quán)利要求6所述的方法，其特征在于，所述為菌糞腸球菌ATCa9212。
全文摘要
本發(fā)明公開一種能夠快速、簡便、定量檢測最低抑菌濃度的方法，包括以下步驟按照CLSI標(biāo)準(zhǔn)(2010版)將一定濃度的新鮮腸球菌懸液，加入到含有濃度梯度抗菌藥物的無菌96孔板中共孵育；4h孵育結(jié)束后，向各孔加入一定量的熒光染料SYTOX Green和DAPI，室溫避光15min，利用熒光酶標(biāo)儀分別讀取各孔兩種染料的熒光強度，記為FSYTOX Green和FDAPI；扣除相應(yīng)本底熒光后，繪制細(xì)菌熒光強度比(Pdead/livel)與藥物濃度(CDrug)的對應(yīng)曲線，當(dāng)Pdead/live不再波動時所對應(yīng)的最低藥物濃度(CDrug)即為該抗生素對該細(xì)菌的MIC。[Pdead/live＝FSYTOX Green/FDAPI]。本發(fā)明的檢測方法具有簡便、快速、客觀，能對所測數(shù)據(jù)直接進(jìn)行數(shù)學(xué)統(tǒng)計與分析等特點，為測定抗菌藥物的最低抑菌濃度提供了新的檢測方法，具有廣闊的應(yīng)用前景。
文檔編號G01N21/64GK102288586SQ20111012709
公開日2011年12月21日 申請日期2011年5月17日 優(yōu)先權(quán)日2011年5月17日
發(fā)明者孫偉, 蘇建榮 申請人:首都醫(yī)科大學(xué)附屬北京友誼醫(yī)院